DILUCIONES

                                                  DILUCIONES

La dilución es el procedimiento que se sigue para preparar una disolución menos concentrada a partir de una más concentrada.

Definición general de disolución:Una dilución es una mezcla homogénea, uniforme y estable, formada por dos o más sustancias denominadas componentes. La sustancia presente en mayor cantidad suele recibir el nombre de solvente, y a la de menor cantidad se le llama soluto y es la sustancia disuelta. El soluto puede ser un gas, un líquido o un sólido, y el disolvente puede ser también un gas, un líquido o un sólido.

Observadas a través del microscopio, las diluciones aparecen homogéneas y el soluto no puede separarse por filtración.

Es una mezcla ya que las cantidades de los componentes no son fijas y también se denomina mezcla por que no hay reacción química en la unión de componentes.
Se denomina Homogénea porque:

Es uniforme ante la observación visual directa o con microscopio, y no apreciamos la existencia de varias partes o fases.
Las partículas de los componentes son de tamaño molecular y están distribuidas sin ningún orden.

Se denomina Uniforme puesto que en todas sus partes tiene una misma composición con las mismas propiedades, cojamos la porción de mezcla que cojamos en cada una de ellas siempre encontraremos el mismo contenido en cuanto a sus componentes. Además las partículas se hallan distribuidas de forma ordenada, y no al azar.Se denomina Estable por mantenerse en su composición inicial sin cambiar en cuanto a los componentes químicos que la forman.
Soluto y disolvente:

Soluto: Es el componente que cambia de fase cuando se produce la disolución; también denominado cuerpo disperso.

Solvente: Es el componente que disuelve, teniendo la propiedad de disolver ciertas sustancias.

1.1 NORMAS PARA LA ELECCIÓN DE SOLUTO Y SOLVENTE:

La sustancia presente en mayor cantidad suele recibir el nombre de disolvente, y a la de menor cantidad se le llama soluto y es la sustancia disuelta. El soluto puede ser un gas, un líquido o un sólido, y el disolvente puede ser también un gas, un líquido o un sólido. El agua con gas es un ejemplo de un gas (dióxido de carbono) disuelto en un líquido (agua). Las mezclas de gases, como ocurre en la atmósfera, son disoluciones.
En las disoluciones entre un sólido y un líquido es fácil identificar el soluto y el disolvente; pero si se trata de dos o más líquidos o gases, la distinción entre soluto y disolvente es arbitraria.


1.2 SOLUBILIDAD

La solubilidad de un compuesto en un solvente concreto y a una temperatura y presión dadas se define como la cantidad máxima de ese compuesto que puede ser disuelta en la dilución. En la mayoría de las sustancias, la solubilidad aumenta al aumentar la temperatura del disolvente. En general, la mayor solubilidad se da en disoluciones cuyas moléculas tienen una estructura similar a las del solvente.

1.3 PROPIEDADES FÍSICAS DE LAS DILUCIONES
Cuando se añade un soluto a un disolvente, se alteran algunas propiedades físicas del disolvente. Al aumentar la cantidad del soluto, sube el punto de ebullición y desciende el punto de solidificación.

Otra propiedad destacable de una disolución es su capacidad para ejercer una presión osmótica. Si separamos dos diluciones de concentraciones diferentes por una membrana semipermeable (una membrana que permite el paso de las moléculas del disolvente, pero impide el paso de las del soluto), las moléculas del disolvente pasarán de la disolución menos concentrada a la disolución de mayor concentración, haciendo a esta última más diluida.

1.4 CONCENTRACIÓN DE UNA DISOLUCIÓN
Existen distintas formas de expresar la concentración de una dilución, pero las dos más utilizadas son: gramos por litro (g/l) y molaridad (M). Los gramos por litro indican la masa de soluto, expresada en gramos, contenida en un determinado volumen de disolución, expresado en litros. Así, una disolución de cloruro de sodio con una concentración de 40 g/l contiene 40 g de cloruro de sodio en un litro de disolución.

La molaridad se define como la cantidad de sustancia de soluto, expresada en moles, contenida en un cierto volumen de disolución, expresado en litros, es decir: M = n/V. El número de moles de soluto equivale al cociente entre la masa de soluto y la masa de un mol (masa molar) de soluto

Dos disoluciones de KMno4 a diferente concentración.

2. DILUCIONES SERIADAS

Hay muchas situaciones en que las cantidades de sustancia necesarias para ver un efecto son extremadamente pequeñas (por ejemplo un fármaco para tratar una enfermedad, una hormona para estudiar su efecto en un animal de experimentación, etc) y difícilmente se pueden pesar o medir en esas proporciones tan pequeñas. En esas situaciones es necesario recurrir a la preparación de una solución de alta concentración (o solución de stock o solución madre) y hacer diluciones seriadas a partir de ésta.
2.1 ¿CÓMO SE PREPARAN LAS DILUCIONES SERIADAS?

En general se parte de una solución concentrada y se preparan series de diluciones al décimo (1:10) o al medio (1:2). De esta manera se obtiene una serie de soluciones relacionadas por ejemplo por un factor de dilución 10 es decir 1/10; 1/100; 1/1000 y así sucesivamente. O la otra serie es 1/2; 1/4; 1/8; 1/16; 1/32 etc. Por ejemplo: si partimos de una solución de 50mg/ml de una sustancia (Solución A)

a. Dilución 1/10: 1ml de la solución A + 9 ml de agua= una solución de 5 mg/ml (dilución 1:10)

b. Dilución 1/2: 5 ml de la solución A + 5 ml de agua= una solución de 25 mg /ml (dilución 1:2)

ELISA

ELISA son las siglas por las que se conoce al ensayo por inmunoabsorción ligado a enzimas (en inglés enzyme-linked immunosorbent assay). Se trata de una técnica de laboratorio que fue diseñada por científicos suecos y holandeses en 1971, que permite detectar pequeñas partículas llamadas antígenos, que habitualmente son fragmentos de proteínas. La identificación es específica, es decir, consigue que pequeños segmentos de proteínas destaquen y no puedan ser confundidas con otras.

Para poder identificar los antígenos se utilizan moléculas con dos componentes acoplados: un anticuerpo (que se une al antígeno de forma específica) y una enzima (que se activa y señala la unión al antígeno). Antes del descubrimiento del ELISA se utilizaban moléculas radioactivas en vez de enzimas, lo que suponía un riesgo añadido innecesario en el laboratorio y un mayor coste.

Gracias a esta técnica se han podido realizar estudios científicos en campos como la biología, la bioquímica y la medicina. En el hospital se utiliza principalmente para identificar gérmenes agresores que se encuentran en la sangre, orina, esputos, etcétera. La técnica pronto se generalizó con el empleo de equipos simples y muy baratos que se utilizan todavía hoy en muchos centros diagnósticos de todo el mundo.

Fases de un ensayo ELISA

Conjugación del anticuerpo o del antígeno con una enzima (peroxidasa, fosfatasa alcalina...). El anticuerpo conjugado a la enzima se emplea en los ensayos directos e indirectos, sandwich, etc. El antígeno marcado se emplea en ensayos de competición de antígeno. Dicha unión anticuerpo-enzima o antígeno-enzima ha de producirse durante un determinado período de tiempo en aras de producir una solución coloreada y que pueda ser valorada visualmente o cuantificada por medio de un espectrofotómetro (normalmente a una longitud de onda de 414 nm). Si no transcurre el tiempo adecuado para que se dé la reacción, no se evidenciará ningún color, interpretándose este resultado como un falso negativo y disminuyendo la sensibilidad de la técnica.Las cuatro fases de un ensayo ELISA son las siguientes:

1. Unión del antígeno (o del anticuerpo) a los pocillos. La unión de anticuerpos o antígenos se realiza con facilidad a la superficie de plásticos tratados que tienen gran afinidad por proteínas. Así, el procedimiento de recubrimiento de los pocillos debe realizarse cuidadosamente. Si se usa mucho antígeno, se pueden obtener falsos positivos. Por el contrario, si se usa poco antígeno, el exceso dará lugar a una reacción falsa negativa.
2. Formación de una o más capas de inmunocomplejos. En el caso del antígeno unido a la placa, se puede detectar mediante un anticuerpo anti-antígeno marcado (ELISA directo) o empleando un anticuerpo primario anti-antígeno y un secundario anti-primario marcado (ELISA indirecto). Este segundo método permite la amplificación de la señal al poderse unir uno o más anticuerpos secundarios a cada anticuerpo primario.

En el caso de ELISA de competición el anticuerpo unido a la placa, se incuba con una mezcla de antígeno y antígeno marcado (también llamado caliente). Se ensayan diferentes relaciones de antígeno frío frente a una cantidad fija de antígeno marcado. En esta etapa es muy importante controlar los factores tiempo y temperatura de incubación para evitar la aparición de falsos negativos. En el caso del tiempo, si es inferior a 15 minutos, no ocurrirá la interacción antígeno-anticuerpo y el color no será evidente al final del ensayo, dando un falso negativo. Por su parte, si la temperatura de incubación es muy baja, la formación del complejo antígeno-anticuerpo tampoco se completará en el tiempo establecido, mientras que si es muy alta, las proteínas (antígeno y anticuerpo) se desnaturalizan y, por tanto, disminuyen su capacidad para interaccionar, dando igualmente falsos negativos.

1. Revelado de la reacción enzimática. Después de un lavado para eliminar todas las moléculas marcadas no fijadas en forma de inmunocomplejos, se añade el sustrato enzimático en solución. Se deja reaccionar y se lee la densidad óptica mediante espectrofotometría.

Los diferentes tipos de ELISA son:

ELISA directo: es la forma más básica de realizar la técnica. Consiste en recoger una muestra a estudiar y ponerla en un pocillo (un recipiente pequeño) en frente de una muestra igual pero contaminada con el germen a estudiar, y otra muestra en la que se sabe que no hay germen. Se aplica el anticuerpo con la enzima en los tres pozos y se compara la muestra a estudio con las otras dos.

ELISA indirecto: se realiza de forma similar al ELISA directo, pero en este caso se añade primero un anticuerpo sin enzima y después uno con enzima. De esa forma, la señal que emite el enzima es mucho más potente y la prueba es más sensible.

ELISA sándwich: en este caso en los pocillos primero se añade un anticuerpo y después la muestra, para que los antígenos queden ya retenidos en el fondo del pozo. Después se añade el anticuerpo con la enzima. Es la forma más eficaz de realizar la prueba.

ELISPOT: se trata de un tipo de ELISA que permite conocer de forma cuantitativa el antígeno, incluso identifica el número concreto de células donde se encuentra.

TURBIDIMETRÍAY  NEFELOMETRÍA

TURBIDIMETRÍAY  NEFELOMETRÍA

Turbidimetria y
Nefelometria

Objetivo: Aprender a realizar mediciones de la luz dispersada atreves de un cultivo bacteriano con el espectrofotómetro. 

http://es.scribd.com/doc/54885577/Turbidimetria-y-Nefelometria#scribd
http://es.slideshare.net/neftaliperezperez/turbidimetra-y-nefelometra

Turbidimetria.

http://www.med.ufro.cl/Recursos/Bioquimica-offline/Apuntes/Nefelometria.pdf

La turbidimetría mide la disminución de la luz transmitida a través de una suspensión de partículas utilizando para ello un espectrofotómetro (detector en la misma dirección del haz de luz, se mide A o T). Se suele utilizar para soluciones concentradas (para que haya una buena disminución de la luz transmitida) ejemplo:

Determinación de proteínas totales en suero o en  orina (haciendo que las proteínas precipiten con ácido sulfosalicílico).

Turbidimetría fundamento.

La turbidimetría puede realizarse en espectrofotómetros de visible o violeta. Cuando la concentración de partículas en suspensión se mide por turbidimetría, la suspensión se pone en una cubeta similar a un tubo de ensayo, que permite realizar las medidas de las energía incidentes y transmitidas. La fuente de radiación más frecuentemente usadas es la lámpara dewolframio, pero pueden utilizarse otras fuentes de radiación visible. Si ponemos en la cubeta suspensiones coloreadas se debe usar un filtro para evitar que influya sobre los resultadosdando valores excesivamente altos.  Los Turbidímetros pueden incorporar cualquier detectorque sea sensible a la longitud de onda transmitida.

La turbidimetría tiene una gran variedad de aplicaciones y permite trabajar con muestras gaseosas, liquidas e incluso con sólidos transparentes. La formación deprecipitados difíciles de filtrar, como por ejemplo los gelatinosos o los de tamaño de partícula muy pequeño, suelen proporciona suspensiones ideales para la aplicación de técnicas basadasen la dispersión de la luz que sustituye a las técnicas gravimétricas. Este tipo de aplicaciones son frecuentes en laboratorios analíticos, laboratorios clínicos y en plantas de procesos. Uno de los principales campos de aplicación reside en estudios de polución de aire y agua, donde las dos técnicas se usan para determinar la transparencia y controlar el tratamiento de aguas potables, e fluentes de plantas de tratamiento de aguas y otros tipos de aguas ambientales.

Las medidas de dispersión de la luz se utilizan también para determinar la concentración de humos, polvo, niebla, aerosoles, etc. A pesar de que los términos turbidimetría y nefelometría suelen restringirse a aquellas aplicaciones en las que se mide la concentración de partículas en suspensión existen también otros tipos de aplicaciones basados en las medidas de dispersión de la luz. Entre ellas podemos citar la determinación de la forma y tamaño de las partículas así como la de los pesos, moleculares (especialmente en el caso de polímeros).

¿Cómo diferenciar la turbidimetría y la nefelometría?

Cuando la luz atraviesa un medio transparente en el que existe una suspensión de partículas sólidas, se dispersa en todas direcciones y como consecuencia se observa turbia. La turbidez es la propiedad óptica de una muestra que hace que la radiación sea dispersada y absorbida más que transmitida en línea recta a través de la muestra. La turbidez es ocasionada por la presencia de materia suspendida en un líquido.

Hay dos métodos para medir la turbidez de una muestra, la turbidimetría y la nefelometría. Son dos técnicas complementarias que seutilizan para el análisis cuantitativo de disoluciones coloidales, emulsiones, humos o nieblas.

La dispersión no supone la pérdida neta de potencia radiante, solo es afectada la dirección dela propagación, porque la intensidad de la radiación es la misma en cualquier ángulo. En la turbidimetría se compara la intensidad del rayo de luz que emerge con la del que llega ala disolución. En cambio, en la nefelometría la medida de la intensidad de luz se hace con un ángulo de 90º con respecto a la radiación incidente. El instrumento usado en la nefelometría, el nefelómetro se asemeja al fluorómetro. En cambio en turbidimetría se utiliza el turbidíemetro que es un fotómetro de filtro.

https://www.youtube.com/watch?v=WfUvgYg7BpU

ELECTROFERESIS

http://es.slideshare.net/tamaraalonsoperez/electroforesis-nb-sb-y-wb?next_slideshow=1

  La electroforesis es un método de laboratorio en el que se utiliza una corriente eléctrica controlada con la finalidad de separar biomoleculas según su tamaño y carga eléctrica a través de una matriz gelatinosa.

         Fue empleado por primera vez por  en el año 1937, pero su importancia vino a incrementarse cuando en los años cincuenta E. L.Durrum y Arne W.K. Tiselius , impulsaron la electroforesis de zona, nombre que se asigno a la separación de materiales en un campo eléctrico en presencia de algún tipo de soporte; aunque este termino se limito originalmente al análisis de coloides y partículas submicroscopicas , se ha convertido en estos últimos años en una metodología aplicada a sustancias de bajo peso molecular.

1. Fundamento.
       Cuando una mezcla de moléculas ionizadas y con carga neta son colocadas  en un campo eléctrico, estas experimentan una fuerza de atracción hacia el polo que posee carga opuesta, dejando transcurrir  cierto tiempo las moléculas cargadas positivamente se desplazaran hacia el cátodo (el polo negativo) y aquellas cargadas positivamente se desplazaran hacia el ánodo (el polo positivo).
        El movimiento de las moléculas esta gobernado también por dos fuerzas adicionales; inicialmente la fricción con el solvente dificultará  este movimiento originando una fuerza que se opone , por otro lado  las moléculas tienen que moverse en forma aleatoria o movimiento browniano debido a que poseen energía  cinética propia denominado  difusión.  La energía cinética de las moléculas aumenta con la temperatura, por ello a mayor temperatura mayor difusión.
      La suma de todas estas fuerzas provoca que las moléculas no migren de una manera homogénea, de tal manera que, si las moléculas son colocadas en un cierto lugar de solución, los iones comenzaran a moverse formando un frente cuya anchura aumentara con el tiempo.
        Para reducir la anchura de este frente podemos reducir el movimiento de las moléculas empleando un medio que oponga mas resistencia a dicho movimiento. Una forma común de hacer esto es formar un gel. El gel consiste de un polímero soluble de muy alto peso molecular que atrapa moléculas de agua y forma un tamiz  que dificulta el movimiento de los solutos, consecuentemente, la migración electroforética de las moléculas será mas lenta, pero el ensanchamiento del frente se vera reducido también.

1.2 Métodos electroforeticos zonales.
        Son los más comunes, dada su alta aplicabilidad en diferentes campos. Son útiles para lograr la separación de mezclas complejas. Se aplican pequeñas cantidades de la disolución de proteínas a un soporte sólido, que se impregna con una solución tampón. Los  soportes son en general polímeros y forman un gel poroso que restringe el movimiento de las moléculas a través del medio durante la electroforesis y disminuyen los flujos  de convección del solvente.
        Como soporte han sido utilizados papel (celulosa), almidón, poliacrilamida, agarosa y acetato de celulosa, entre otros.  Este método tiene gran poder resolutivo por que se aplica una cantidad pequeña de proteína a una zona estrecha, mientras que la  longitud del trayecto es mucho mayor  que la zona de aplicación. El equipamiento requerido es simple, fuente de poder,  cubeta vertical u horizontal donde se colocan el soporte y dos electrodos  Los más utilizados son:

1.2.1 Electroforesis en gel de poliacrilamida.  
    Los geles de poliacrilamida se forman por  polimerización de la acrilamida por acción de un agente entrecuzador, es químicamente inerte, de propiedades uniformes, capaz de ser preparado de forma rápida y reproducible. Forma, además, geles transparentes con estabilidad mecánica, insolubles en agua, relativamente no iónicos y que permiten buena visualización de las bandas durante un tiempo prolongado. Además tiene la ventaja de que variando la concentración de polímeros, se puede modificar de manera controlada en el tamaño del poro, lamentablemente cada vez se emplea menos en diagnostico debido a su neurotoxocidad.

1.2.2 Electroforesis en geles de gradientes. 
    El uso de geles de poliacrilamida que tienen un gradiente creciente de concentración de archilamida + bisacrilamida, y en consecuencia un gradiente decreciente en el tamaño del poro, pueden tener ventajas sobre los geles de concentraciones uniformes de acrilamida. En un gel en gradiente la proteína migra hasta alcanzar una zona donde el tamaño de poro impida cualquier avance. Una vez se alcanza el limite del poro no se produce una migración apreciable aunque no se detiene completamente. Una de las ventajas de este tipo de geles es que resuelve mejor las bandas pues las concentra en regiones mas estrechas, además de incrementar el rango de pesos  moleculares que se pueden resolver en un mismo gel comparado con los de una concentración fija. (Diapositiva n 9)

1.2.4 Electroforesis en geles de agarosa. 
    La agarosa es un polisacárido (originalmente obtenido de algas, como el agar-agar, pero de composición homogénea), cuyas disoluciones (típicamente de 0.5 a 2 %) poseen la propiedad de permanecer liquidas por encima de 50 grados C y formar un gel, semisólido al enfriarse. Este gel esta constituido por una matriz o trama tridimensional de fibras poliméricas embebida en gran cantidad de medio líquido, que retarda el paso de las moléculas, se usa usualmente para separar moléculas grandes de alrededor 20.000 nucleótidos.

1.2.5 Electroforesis capilar.
    La electroforesis capilar se basa en los mismos principios de las técnicas electroforeticas convencionales, pero utiliza condiciones y tecnología distinta que nos permiten obtener una serie de ventajas al respecto, Esta separación de péptidos realizada sobre un capilar de silica fundida a potenciales elevados 20 a 30 Kv en un campo de 400 a 500 v/cm refrigerados por aire.
    La corriente electroendosmótica (FEO) generada por los grupos silanol de la superficie interna del capilar da como resultado una corriente plana del frente del líquido que contrasta con el frente parabólico de la cromatografía líquida de alta resolución .
    La ventaja de esta técnica es que el capilar de silica fundida que generalmente se cubre con una capa de polimina para darle mayor rigidez y resistencia, tiene una ventaja a través de ella que permite el pasaje de la luz UV de tal manera que la visualización es on-line.
Con esta técnica descripta es posible separar cationes, aniones, proteínas, macromoléculas y sustancias no cargadas en forma simultánea.

1.2.6 Isoelectroenfoque.
    Esta técnica, habitualmente denominada electroenfoque se basa  en el desplazamiento de las moléculas en un gradiente de pH.  Las moléculas amfotéricas, como los aminoácidos, se separan en un medio en el que existe una diferencia de potencial y un gradiente de pH . La región del ánodo es Ácida y la del cátodo es alcalina. Entre ambos se establece un gradiente de pH  tal que las moléculas que se han de separar tenga su punto isoeléctrico dentro del rango. Las sustancias que inicialmente se encuentran en regiones de pH inferior a su punto isoeléctrico estarán cargadas positivamente y migraran hacia el cátodo, mientras aquellas que se encuentran en medios con pH más bajos que su punto isoeléctrico tendrán carga negativa  y migraran hacia el ánodo. La migración les conducirá a una región dónde el pH  coincidirá con su punto isoléctrico, tendrán una carga  neta nula y se detendrán.  De esta forma las moléculas amfotéricas se sitúan en estrechas bandas donde coincide su punto isoeléctrico con el pH.

1.2.7 Electroforesis bidimensional.
    La electroforesis bidimensional se basa en separar las proteínas en una mezcla según sus dos propiedades moleculares, una en cada dimensión. El procedimiento más usado se basa en la separación en una primera dimensión mediante isoelectroenfoque y la segunda dimensión según peso molecular mediante electroforesis en poliacrilamida.

1.3 Fuentes de error en la electroforesis.
         La electroforesis es una técnica muy sensible y puede ser afectada por muchos errores experimentales, como la temperatura durante la polimerización y la corrida del gel, velocidad de la polimerización, niveles de catalizador, pureza del reactivo,  tiempo de corrida y preparación de las muestras.

 1.4 Bibliografía.
. E.D.P. de Robertis, E.M.F. de Robertis I y II. Biología Molecular y  Celular
. Krause, U., Thomson-carter, F.M. ? Pennington, T.H. 1996. Molecular Epidemiology of Escherichia coli O157:H7 by Pulsed-Field Gel Electrophoresis and Comparison with That by Bacteriophage Typing. J.Clin. Microbiol. 34:959-961
Berkelman T., Stenstedt T. 2-D Electrophoresis using immobilized pH gradients. Principles & methods. Amersham Pharmacia Biotech Inc. 1998.

Recursos electrónicos:
CD-ROM Poutou, R.2003. Biología molecular. Archivos quick time.
http:/www.uib.es/depart/dba/genetics/practicas
http:/www.indibo.esm/organizacionlaboratorio3.ppt
http:/www.terion.dna.uba.ar/rbma/agarosa.htm
http:/www. Amershanbiosciences.com/aptrix/uppo1077.nof/contect

https://www.youtube.com/watch?v=RcID2cpUZq0

 POTENCIOMETRIA

La potenciometría es una de las tantas técnicas abarcadas por la electroanalítica. Los métodos de rasgos electroanalíticos son procesos instrumentales empleados para distintos análisis. Emplean todas las propiedades electroquímicas con las que cuenta una determinada solución para precisar debidamente la concentración que ésta posee de un analito.

La potenciometría no es más que la medición de la diferencia de potencial de una celda electroquímica. El potenciómetro se conforma por un electrodo de referencia, un electrodo indicador y un dispositivo para medir esa diferencia de potencial.

Como lo que se mide es una diferencia de potencial entre dos electrodos es deseable que el potencial de uno de los electrodos sea conocido, constante en el tiempo e independiente de la composición de la solución que se estudia. A este tipo de electrodos se les conoce como electrodos de referencia. El electrodo de referencia debe retornar a su potencial original después de haber estado sometido a corrientes pequeñas, y que sus propiedades varíen poco con la temperatura. El electrodo de referencia estándar es el de hidrógeno. Los electrodos de referencia más comúnmente utilizados en la práctica son el electrodo de calomel y el de plata/cloruro de plata.

Un electrodo indicador ideal responde de forma rápida y reproducible a los cambios de actividad del ion analito. Aunque ningún electrodo indicador es absolutamente específico en su respuesta, actualmente se dispone de unos pocos que son marcadamente selectivos. Hay dos tipos de electrodos indicadores: metálicos y de membrana.

El electrodo de vidrio es un electrodo indicador de membrana selectivo a iones hidrógeno y constituye la pieza fundamental en la medición potenciométrica del pH. Su uso se encuentra ampliamente difundido ya que hasta el momento no se conoce otra técnica tan precisa como esta.

Como los electrodos de vidrio de pH miden la concentración de H+ relativa a sus referencias deben ser calibrados periódicamente para asegurar la precisión. Para esto se usan buffers de calibración. Los buffers estándar que se utilicen deben escogerse con valores de pH en el entorno de los que se quieren determinar.

Cromatografía

Definición:

La cromatografía es un método físico de separación en el que los componentes que se han de separar se distribuyen entre dos fases, una de las cuales está en reposo (fase estacionaria, F.E.) mientras que la otra (fase móvil, F.M.) se mueve en una dirección definida.

Otras definiciones (en la web): cromatograma, cromatografiar, cromatógrafo, fase ligada, fase inmovilizada, eluir, efluente, muestra, componentes de la muestra, soluto, disolvente, zona.

Otros términos: columna, lecho cromatográfico, empaquetamiento... (véase la sección de nomenclatura).

Hay 3 métodos principales de cromatografía: frontal, de desplazamiento y de elución. Sólo consideraremos este último, que es el más habitual, al menos en Bioquímica y Biología Molecular.

Clasificación de las técnicas cromatográficas

1. De acuerdo con la forma del lecho cromatográfico:

1.1 Cromatografía plana

Se realiza sobre papel u otro material sólido. Suele llamarse “en capa fina” o “en capa delgada” porque la fase estacionaria recubre un soporte plano y rígido.

Cromatografía ascendente en capa fina Disposiciones experimentales para realizar una cromatografía en papel descendente (izqda.) y ascendente (dcha.).

Cromatografía ascendente en capa fina: colocación de una muestra (con 3 componentes), desarrollo de la cromatografía y revelado del cromatograma. Rf es el factor de retardo o retraso, que mide la movilidad relativa de cada componente con respecto al máximo posible, la distancia recorrida por el frente de fase móvil. Componente 1: Rf = a / D Componente 2: Rf = b / D Componente 3: Rf = c / D 1: aplicación de la muestra  2: se sumerge el extremo inferior en la fase móvil  3 a 5: la fase móvil asciende por capilaridad y se va produciendo la separación de los componentes  6: se marca el frente de avance del disolvente y se deja secar la placa 7: revelado de los componentes ya separados y medida de su avance 1.2 Cromatografía en columna F.M. líquida, F.E. sólida: columnas de varios mm de diámetro y varios cm de longitud. F.M. gas, F.E. sólida: columnas de unos 5 mm de diámetro y 1-20 m de longitud. F.M. gas, F.E. líquida: columnas “capilares”, con menor diámetro y 30-100 m (incluso más) de longitud. Puede verse una animación del avance de las moléculas por la columna. Funcionamiento de una columna, mostrando la carga de la muestra y diversos momentos a lo largo de la elución: Muestra depositada sobre el lecho cromatográfico La muestra penetra en el lecho Se añade fase móvil Comienza la separación de los componentes de la muestra Eluye el primer componente Eluye el segundo componente